Immune evasion of dormant disseminated tumor cells is due to their scarcity and can be overcome by T cell immunotherapies

尽管抗肿瘤免疫应答被激活，休眠的播散性肿瘤细胞（DTCs）仍能长期存活。其逃逸免疫监视的具体机制尚未明确。本文介绍2025年1月发表于Cancer Cell Metabolism（IF=50.3）的研究，该研究揭示了一种未被充分认识的免疫逃逸新范式——"相对稀缺性"效应，其构成DTCs持续存在的病理基础。值得注意的是，基于T细胞的免疫疗法可能通过增强DTCs与抗原特异性T细胞的相互作用频率，反而触发DTCs的适应性耗竭机制。这一发现为理解肿瘤免疫微环境中的非线性相互作用提供了新视角，并为优化现有免疫治疗策略提供了理论依据。

一、Highlight：

1. 首次揭示"相对稀缺性"现象是播散性肿瘤细胞（DTC）逃逸免疫监视的核心机制；
2. DTC与抗原特异性T细胞的相互作用频率存在临界阈值，低频接触不足以触发清除效应；
3. 通过提升T细胞-DTC相互作用频率可突破免疫耐受，实现DTC的免疫根除；
4. 疫苗接种或过继性T细胞疗法可作为潜在干预策略，为清除微小残留病灶提供新范式。

二、研究背景

流行病学证据表明，肿瘤晚期复发主要源于原发肿瘤早期向肺、骨髓等外周组织播散的肿瘤细胞。在乳腺癌临床前期阶段，约30%患者的骨髓穿刺样本中可检出单个播散性肿瘤细胞（DTC），其中多数细胞呈Ki67增殖标记阴性表型。临床前研究已证实，清除DTC与无转移生存率显著相关：通过干预手段减少或消除DTC可显著改善小鼠模型及乳腺癌患者的预后。然而，靶向DTC的免疫治疗策略受限于其特异性标记物的鉴定困难，临床转化进展缓慢。

当前，DTC与宿主免疫系统的相互作用机制尚未完全阐明。部分研究推测，DTC可能通过模拟组织干细胞的慢循环特性逃避免疫监视，例如下调主要组织相容性复合体I类分子（MHC I）表达——这是CD8+ T细胞识别并杀伤靶细胞的关键分子。据此，有学者提出恢复DTC的MHC I表达可能增强免疫系统对其的监控能力。然而，临床观察数据却显示T细胞具备识别DTC的能力，这使得MHC I下调是否构成CD8+ T细胞识别DTC的核心障碍仍存争议。

嵌合抗原受体（CAR）T细胞疗法为DTC靶向治疗提供了新思路。与依赖MHC I的天然T细胞不同，CAR-T细胞通过识别细胞表面抗原直接杀伤靶细胞，在血液系统恶性肿瘤治疗中已取得突破性进展。值得注意的是，临床试验证实，针对肿瘤相关抗原的CAR-T细胞疗法可有效清除骨髓中的微小残留病灶。但在实体肿瘤领域，由于免疫抑制性肿瘤微环境的存在，该疗法尚未取得同等疗效。这种疗效差异是否同样适用于DTC等微小残留病灶尚不明确。因此，深入解析DTC逃逸抗原特异性T细胞免疫监视的分子机制，对开发新型免疫治疗策略具有重要科学价值。

三、主要研究结果

1. 功能性抗原特异性T细胞存在下休眠DTC的持续存在

研究证实，即便原发肿瘤实现病理完全缓解，免疫检查点抑制剂仍无法有效激发过继性免疫应答以清除残留DTC。为明确DTC免疫监视的障碍机制，研究者首先验证表达优势新抗原的DTC能否被内源性肿瘤抗原特异性T细胞识别清除。实验采用亲本/野生型或ffluc/eGFP+同种异体乳腺肿瘤细胞接种Balb/c小鼠，待其完全排斥原位肿瘤后（图1A-B），于第50天及第100天采集骨髓样本，通过共聚焦成像分析发现：尽管在脾脏、淋巴结及骨髓中均检测到eGFP特异性CD8+ T细胞（MHC I四聚体染色证实，图1C），但骨髓中仍持续存在eGFP+ DTCs。值得注意的是，部分DTC与CD8+ T细胞存在空间邻近，但极少表现为eGFP特异性T细胞（图1D）。

进一步表型分析显示，肿瘤排斥后50天，四聚体+抗原特异性T细胞呈现效应记忆（CD44^hiCD62Llo）与中枢记忆（CD44^hiCD62Lhi）双重表型（图1E）。尽管eGFP特异性记忆T细胞高表达PD-1（水平与四聚体阴性T细胞相当），但缺乏终末耗竭标志物TIM-3（图1F-G），提示其保留局部及系统性肿瘤监视潜能。生物发光成像（BLI）证实，既往携带并排斥4TO7-ffluc/eGFP肿瘤的小鼠可完全抵御同源肿瘤细胞攻击（图1H-I），且肿瘤再挑战后骨髓中eGFP特异性CD8+ T细胞频率显著升高（图1J-K），进一步验证了记忆T细胞库的功能活性。然而，尽管抗原特异性CD8+ T细胞数量增加3倍（图1K），骨髓中eGFP+ DTC数量却未发生显著变化（图1L）。

上述数据表明，功能性抗原特异性CD8+ T细胞的存在不足以清除骨髓中的残留DTC，揭示了肿瘤免疫监视过程中存在未被认知的耐受机制。

2. DTCs通过下调MHC I实现免疫逃逸

实验采用静脉注射D2.0R-eGFP乳腺肿瘤细胞构建同源Balb/c肺转移模型（图2A）。在无创伤或炎症刺激条件下，D2.0R细胞以单个或微小细胞簇形式长期（4周至240天）驻留于肺部，且绝大多数呈Ki-67阴性休眠状态。尽管在脾脏/淋巴结中可检出数百个eGFP特异性CD8+ T细胞（图2B），肺部组织中更存在数千个抗原特异性T细胞（图2C），但DTCs数量仍持续稳定存在（图2D），提示其可能通过MHC I下调、免疫抑制因子分泌或检查点分子过表达等机制逃逸免疫监视。

为解析具体逃逸机制，研究者于静脉注射后4周分离Balb/c小鼠及T细胞缺陷型裸鼠（AtN）肺部的D2.0R DTCs/微转移灶及D2A1转移灶，进行低输入RNA测序分析（图2E）。组织学检查显示，D2.0R细胞主要以Ki-67阴性单细胞或微小病灶形式存在，而D2A1细胞则形成增殖性转移灶（图2F）。转录组分析表明，与D2A1相比，D2.0R细胞未表现出抗原加工递呈、免疫抑制因子或检查点分子相关基因集的显著差异表达，但缺氧相关基因表达显著降低（图2G），提示休眠DTCs可能通过独特机制规避免疫识别。

进一步验证发现，D2.0R细胞随时间推移持续下调MHC I分子（H-2K^{d），而D2A1细胞转移过程中MHC I表达逐步上调（图2H）。免疫荧光染色证实，休眠期Ki-67}- DTCs的H-2K^{d表达水平仅为增殖期Ki-67}+病灶的22.2%（图2I-J）。值得注意的是，在多种转移模型中，MHC I下调现象独立于细胞增殖状态（Ki-67^+/- D2A1细胞MHC I表达无差异），且在T细胞缺陷裸鼠中仍持续存在（图2H-J），表明MHC I表达调控不依赖于适应性免疫压力或细胞周期活动。

综上，研究证实DTCs通过主动下调MHC I表达实现免疫逃逸，此过程既非单纯由细胞周期停滞驱动，亦非适应性免疫压力诱导的结果，而是构成休眠肿瘤细胞长期存续的核心机制。

3. MHC I限制性肿瘤特异性T细胞可有效清除休眠DTCs

研究采用微血管龛（MVN）三维培养体系模拟体内休眠微环境，通过血管内皮细胞与骨髓基质细胞共培养诱导人乳腺癌细胞（T4-2）进入静止状态（图3A-B）。Ki-67染色显示，相较于骨髓基质单层培养中MHC I（HLA-A2）表达下调33%的静止期T4-2细胞，MVN培养体系中静止细胞MHC I表达进一步降低39%（图3B-D），重现了小鼠体内休眠DTCs的MHC I下调特征（图2H-J）。

为验证T细胞杀伤效能，研究者构建表达纽约食管鳞状细胞癌抗原-1（NY-ESO-1）的T4-2细胞模型。添加HLA-A2/NY-ESO-1特异性TCR-T细胞可特异性杀伤84%-97%的NY-ESO-1+ T4-2细胞，其效果显著优于未处理组及NY-ESO-1阴性对照组（图3E-G）。值得注意的是，TCR-T细胞的杀伤效能不受肿瘤细胞所处微环境影响：在间充质干细胞支持的增殖性肿瘤细胞群及MVN诱导的静止态肿瘤细胞中，均观察到高效的抗原特异性清除作用（图3F-G）。

相较于体外培养系统（MHC I下调幅度有限，图3C），体内休眠DTC的MHC I表达水平更低（图2J）。研究者进一步采用合成D2.0R小鼠乳腺癌细胞构建肺转移模型，该细胞表达eGFP及流感病毒血凝素（HA）作为MHC I限制性肿瘤新抗原（图3H）。结果显示，CL4 TCR-T细胞治疗可显著清除肺部D2.0R DTCs，其疗效显著优于多克隆T细胞治疗及单纯淋巴清除化疗（图3I）。尽管低剂量IFNγ可上调DTCs的MHC I表达（体内外实验均证实，图3J），但未增强内源性免疫应答（图3K）或过继转移TCR-T细胞的杀伤效能（图3L-N）。综合两项独立实验数据，TCR-T细胞治疗组较对照组实现显著DTC清除（图3L-N），但残留DTCs仍维持正常MHC I表达水平（图3O），提示存在MHC I非依赖性保护机制。

上述结果表明，尽管休眠DTCs存在MHC I下调现象，但其下调幅度不足以完全规避肿瘤抗原特异性TCR-T细胞的识别与杀伤，揭示靶向MHC I通路的免疫治疗在清除微小残留病灶中的潜在价值。

4. 相对稀缺性是DTCs逃避抗原特异性T细胞免疫监视的核心机制

为验证"相对稀缺性"假说，研究向T细胞缺陷型裸鼠（AtN）静脉注射D2.0R-eGFP细胞构建肺转移模型，30天后通过过继回输不同剂量JEDI TCR-T细胞（CD45.1+标记）评估T细胞-DTC相互作用频率对清除效能的影响（图4A）。流式细胞术证实，回输JEDI T细胞在肺部的定植效率与输入剂量呈正相关（图4B-C）。随着JEDI T细胞数量增加，肺部残留eGFP+ DTCs数量呈剂量依赖性减少（图4B-D），二者呈显著负相关（r²=0.89，p<0.0001，图4E）。空间定位分析显示，残余DTCs与最近JEDI T细胞的平均距离随T细胞剂量增加而缩短（图4F-G），表明T细胞密度提升可增强局部接触频率，从而突破免疫逃逸阈值。

进一步采用肿瘤疫苗（Tvaccine）验证内源性T细胞扩增对DTC清除的影响：在D2.0R肿瘤接种后4周及15周，以Tvaccine或对照T细胞进行免疫增强（图4H）。结果显示，Tvaccine治疗使肺部eGFP特异性CD8+ T细胞数量扩增约18倍（图4I），同时实现53%的休眠DTC清除率（图4J），且T细胞数量与DTC负荷呈显著负相关（r²=0.76，p=0.002，图4K）。值得注意的是，单例治疗失败病例（图4I-K）显示其肺部eGFP特异性T细胞数量较同组其他个体低5-70倍，进一步佐证T细胞数量对清除效能的决定性作用。

研究证实：（1）DTCs与抗原特异性T细胞的相对稀缺性构成免疫逃逸基础，当T细胞密度突破临界阈值时，接触频率增加可逆转免疫耐受；（2）通过疫苗接种或过继性T细胞疗法提升效应T细胞数量，可显著增强DTC清除效率；（3）该机制为CAR-T细胞等基于T细胞的免疫疗法提供了理论依据，提示提高效应细胞/靶细胞比值可实现微小残留病灶的有效清除。

5. CAR T细胞通过突破"相对稀缺性"阈值实现DTCs高效清除

在三维培养体系中，针对模型抗原tCD19的CAR T细胞可清除93%的基质层或MVN微环境中增殖态/静止态T4-2乳腺癌细胞，而对照T细胞或非特异性CAR-T细胞无此效应（图5A-B）。进一步在D2.0R肺转移模型中验证，静脉注射tCD19+肿瘤细胞4周后，抗CD19 CAR-T细胞实现98%的休眠DTC清除率（10只小鼠平均，图5C-D），其疗效显著优于同源TCR-T细胞。

临床转化层面，研究者发现HER2+转移性乳腺癌患者肺部微小病灶中，DTCs及微转移灶持续表达HER2抗原（图5E）。在对应小鼠模型中，HER2特异性CAR-T细胞可清除89%-97%的BT474及HCC1569肿瘤病灶（图5F-G），且疗效不受共刺激结构域（4-1BB或CD28）差异影响（图5G）。在免疫缺陷小鼠的休眠DTC模型中，CAR-T细胞转移同样显著减少肺部HER2+ DTCs负荷（图5H-I），重现了体外实验结果。

研究通过模型抗原（tCD19）及临床相关抗原（HER2）双体系验证，证实CAR-T细胞对休眠DTC的清除效能至少等同于TCR-T细胞及肿瘤疫苗策略。机制解析表明，CAR-T细胞不依赖MHC I分子识别肿瘤细胞，通过直接提升效应细胞/靶细胞比值，突破"相对稀缺性"阈值，从而强制增强T细胞-DTC相互作用频率，最终实现免疫逃逸逆转。该发现为基于T细胞的肿瘤清除策略提供了关键理论依据，即通过工程化受体设计提升效应细胞靶向效能，可有效克服微小残留病灶的免疫耐受机制。

四、总结

本研究首次揭示了一种未被认知的免疫逃逸新范式——"相对稀缺性"，其通过限制抗原特异性T细胞与播散性肿瘤细胞（DTC）的相互作用频率，构成肿瘤微小残留病灶长期存续的分子基础。研究证实，突破该免疫耐受阈值的关键在于提升效应T细胞密度：当T细胞数量超过临界比值时，接触频率增加可强制逆转DTC的免疫逃逸状态，从而实现功能性清除。

通过模型抗原（tCD19）及临床相关抗原（HER2）双体系验证，研究系统比较了三种T细胞免疫治疗策略的效能：（1）肿瘤疫苗通过内源性T细胞扩增提升效应细胞数量；（2）过继性TCR-T细胞转移直接补充抗原特异性效应细胞；（3）CAR-T细胞疗法凭借非MHC依赖性识别机制，显著增强效应细胞/靶细胞比值。三者均在不同程度上证实：效应细胞数量的增加与DTC清除率呈正相关，其疗效差异主要源于达到的效应-靶标比值而非作用机制本身。

这些发现具有双重转化价值：其一，为筛选高免疫原性DTC特异性抗原提供了理论依据，通过靶向此类抗原可最大化提升免疫治疗效能；其二，为清除微小残留病灶开辟了新策略，即通过工程化T细胞疗法或疫苗接种突破"相对稀缺性"限制，强制激活局部免疫应答。未来研究需进一步解析不同免疫治疗策略对免疫微环境的重塑机制，以推动个体化精准免疫治疗的发展。

相关产品推荐

病原/肿瘤	产品名称	抗原	序列	MHC	位置	货号
EBV	HLA-A*0201/YLELLVWRL-PE Labelled Tetramer	EBV.LMP1	YLELLVWRL	HLA-A*0201	125-133	UA089001
EBV	HLA-A*0201/YLQQNWTL-PE Labelled Tetramer	EBV.LMP1	YLQQNWTL	HLA-A*0201	159-167	UA089003
EBV	H-2Db(b)/RAHY-NIVTF-PE Labelled Tetramer	HPV16.E7	RAHYNIVTF	H-2Db	49-57	UA089002
HPV	H-2K(b)/EVYDFA-FRQL-PE Labelled Tetramer	HPV16.E6	EVYDFARDL	H-2Kb	48-57	UA089004
HPV	HLA-A*0201/KLP-DLCTL-PE Labelled Tetramer	HPV18.E6	KLPDCTL	HLA-A*0201	13-21	UA089005
HPV	HLA-A*0201/KLTNT-GLYQL-PE Labelled Tetramer	HPV18.E6	KLTNTGLYNL	HLA-A*0201	92-101	UA089006
HPV	HLA-A*0201/TLODIVIHL-PE Labelled Tetramer	HPV18.E7	TLODIVIHL	HLA-A*0201	7~15	UA089007
HPV	HLA-A*0201/QFLNTL-FV-PE Labelled Tetramer	HPV18.E7	QFLNTLFSV	HLA-A*0201	88-97	UA089008
HPV	HLA-A*1101/GVNHQLPAR-PE Labelled Tetramer	HPV18.E7	GVNHQLPAR	HLA-A*1101	43-52	UA089009
Influenza A Virus	H-2D(b)/ASNENMETM-PE Labelled Tetramer	Flu.NP	ASNENMETM	H-2Db	366-374	UA089010
Influenza A Virus	H-2K(d)/TYQR-TRALY-PE Labelled Tetramer	Flu.NP	TYQRTRALY	H-2Kd	147-155	UA089011
Influenza A Virus	H-2D(b)/ASNEN-MDTM-PE Labelled Tetramer	Flu.NP	ASNENMDTM	H-2Db	366-374	UA089012
LCMV	H-2D(b)/KAVYNFATM-PE Labelled Tetramer	GP 33	KAVYNFATM	H-2Db	33-41	UA089013
LCMV	H-2D(b)/FQPGQGFVK-PE Labelled Tetramer	LCMV NP	FQPGQGFVK	H-2Db	396-404	UA089014
Tumor-related	HLA-A*1101/VVGADGVK-PE Labelled Tetramer	KRAS	VVGADGVK	HLA-A*1101	7~16	UA089015
Tumor-related	HLA-A*1101/VVGAGVGK-PE Labelled Tetramer	KRAS	VVGAGVGK	HLA-A*1101	7~16	UA089016
Tumor-related	HLA-A*0201/KLVVGAGV-PE Labelled Tetramer	KRAS	KLVVGAGV	HLA-A*0201	5~14	UA089017
Tumor-related	HLA-A*0201/SLLMWITQC-PE Labelled Tetramer	NY-ESO1	SLLMWITQC	HLA-A*0201	157-165	UA089018
Melanoma	HLA-A*0201/LMWITQCFL-PE Labelled Tetramer	NY-ESO2	LMWITQCFL	HLA-A*0201	159-167	UA089019
Melanoma	H-2Db(b)/MMFPNA-P1-PE Labelled Tetramer	WT1	RMFPNAPL	H-2Db	126-134	UA089020
Melanoma	HLA-A*0201/CMTWV-PE Labelled Tetramer	WT2	CMTWVNMDM	HLA-A*0201	235-243	UA089021
Melanoma	HLA-A*1101/KTCQRKSF-PE Labelled Tetramer	WT3	KTCQRKSF	HLA-A*1101	386-394	UA089022
Ovarian Cancer	H-2K(b)/SINFEKL-PE Labelled Tetramer	OVA	SINFEKL	H-2Kb	257-264	UA089023